CICLO VITAL DE LA TRIQUINA: DIAGNÓSTICO DE LA TRIQUINOSIS

DIAGNOSTICO

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El diagnóstico de la triquinosis es distinto en función de cada una de las especies, incluida la especie humana, por lo que este apartado se dividirá en dos grandes bloques: diagnóstico animal y diagnóstico en humana.

A. DIAGNOSTICO ANIMAL

Las canales de cerdos domésticos, caballos, jabalíes u otras especies animales de cría o silvestres sensibles a la infestación por triquinas son muestreadas de modo sistemático en los mataderos o establecimientos de manipulación de carne de caza en el marco de los exámenes post mortem.

Con la entrada en vigor del Reglamento 2075/05, de 5 de diciembre de 2005,por el que se establecen normas específicas para los controles oficiales de la presencia de triquinas en la carne, se introducen algunas novedades al sistema tradicional de inspección, así por ejemplo, se suprime la obligatoriedad de realizar el análisis triquinoscópico en determinadas especies de cría o silvestre cuando mediante una determinación del riesgo la autoridad competente haya declarado que el riesgo de infestación por triquinas en esas especies sea despreciable. De igual modo se exceptúa el análisis sistemático de triquina en las canales y carne de cerdos domésticos siempre que:

• Haya sido sometida a un tratamiento de congelación de conformidad con el anexo II (Tratamientos de congelación), efectuado bajo la supervisión de la autoridad competente.

• Hayan sido criados únicamente para engorde y sacrificio y que procedan de una explotación o categoría de explotaciones que haya sido declarada oficialmente libre de triquinas por la autoridad competente o procedan de una región en la que el riesgo de triquinas en los cerdos domésticos haya sido oficialmente declarado despreciable.

Cabe decir aquí que como se comentaba inicialmente, en la introducción, el parásito Trichinella spiralis es muy sensible a la congelación, al cocinado y a la irradiación. Por este motivo, la congelación por debajo de -18ºC, el cocinado a una temperatura superior de 60ºC y la irradiación de 10 KG serían suficientes para garantizar la eliminación del parásito. Pero como podemos apreciar en el Reglamento europeo vigente, solamente se permite como tratamiento de las carnes infestadas la congelación, y bajo la supervisión de la autoridad competente y de estrictas condiciones tales como binomios de tiempo y temperatura, equipos de congelación, registros de temperaturas y de entradas y salidas....etc.

En dicho Reglamento se recogen también los diversos métodos de laboratorio autorizados para la detección de triquinas en las carnes frescas:

"El método de digestión de muestras colectivas con utilización de un agitador magnético es un método recomendable para el uso rutinario. Si no puede extraerse la muestra en el sitio preferido o si el tipo o la especie de animal tienen un riesgo superior de infección, conviene aumentar el tamaño de las muestras para el análisis parasitario.

El examen triquinoscópico no consigue detectar las especies de Trichinella no encapsuladas que infectan a animales domésticos y salvajes y a seres humanos, y no es un método adecuado de detección para una utilización estándar. El método triquinoscópico sólo debería usarse en circunstancias excepcionales para examinar un pequeño número de animales sacrificados por semana, a condición de que el operador de la empresa alimentaria someta la carne a un tratamiento tras el cual no presente el menor riesgo para el consumo. Sin embargo, ese método deberá sustituirse tras un período transitorio. Los ensayos serológicos no son adecuados para detectar la presencia de triquinas en animales individuales destinados al consumo humano.

Como métodos de detección se utilizará el método de digestión de muestras colectivas con utilización de un agitador magnético y el método de digestión de muestras colectivas con asistencia mecánica/técnica de sedimentación."

El MÉTODO TRIQUINOSCÓPICO comúnmente utilizado en España hasta la entrada en vigor del Reglamento 2075/05, solamente podrá seguir utilizándose como fecha límite hasta el 31 de diciembre de 2.009, y únicamente para cerdos domésticos y jabalíes, siempre y cuando las canales sean analizadas una por una en un establecimiento que no sacrifique más de 15 cerdos domésticos/día o 75 cerdos domésticos/semana, ni prepare para la comercialización más de 10 jabalíes/día, y siempre que los métodos de detección de referencia o los métodos equivalentes no estén disponibles. Además dichas canales llevarán una marca sanitaria distintiva, solamente podrán utilizarse para la elaboración de productos cárnicos sometidos a algún tratamiento térmico que garantice la destrucción de triquina y, vendidos únicamente en comercios minoristas o mediante venta directa al consumidor final.

La toma de muestras en este caso se realiza del siguiente modo:

En el caso de CANALES ENTERAS, obtener de cada animal varias muestras del grosor de una avellana:

a)En los cerdos domésticos, estas muestras se tomarán de cada uno de los pilares del diafragma en la zona de transición entre la parte muscular y la parte tendinosa;

b)En los jabalíes, las muestras se tomarán de cada uno de los pilares del diafragma en la zona de transición entre la parte muscular y la parte tendinosa y, ADEMÁS, de los maseteros, de los músculos de la parte inferior de la pierna, de los músculos intercostales y de los músculos de la lengua, hasta un total de 6 muestras de cada individuo;

c)Si no se dispone de determinados músculos para el muestreo, se tomará un total de 6 muestras de los músculos disponibles;

d)En los trozos de carne, se tomarán de cada uno 4 muestras del tamaño de una avellana de músculos estriados que, en la medida de lo posible, no contengan grasa, y de diferentes puntos, si puede ser cerca de los huesos o de los tendones.

Y el procedimiento a seguir consiste en:

a)En general, se rellenará el compresor con 1,0 ± 0,1 g de carne, que normalmente corresponde a 28 trozos del tamaño de un grano de avena. En caso necesario, rellenar 2 compresores para examinar 56 trozos del tamaño de un grano de avena.

b)Si se dispone de los 2 pilares del diafragma de un cerdo doméstico, el controlador de las triquinas cortará, de cada una de estas piezas procedentes de una canal entera, 28 trozos del tamaño de un grano de avena, lo que representa un total de 56.

c)En caso de que se cuente únicamente con uno de los pilares del diafragma, se cortarán 56 trozos en diferentes lugares, si es posible en la zona intermedia entre la parte muscular y la parte tendinosa.

d) Cada muestra de los otros 4 músculos del jabalí se cortará en 7 trozos del tamaño de un grano de avena, dando un total de 28 trozos suplementarios.

e)El controlador de las triquinas comprimirá los 56 (u 84) trozos entre las láminas de cristal de manera que pueda leerse claramente una letra normal a través de la preparación.

f)Si la carne de las muestras que debe examinarse está seca y envejecida, las preparaciones deberán empaparse durante 10 a 20 minutos en una mezcla de 1 volumen de solución de potasa cáustica y 2 de agua.

g)De cada muestra procedente de trozos de carne, el controlador de las triquinas cortará 14 trozos del tamaño de un grano de avena, lo que representa un total de 56 trozos.

h)El examen microscópico deberá hacerse de modo que cada preparación sea examinada lenta y cuidadosamente con un aumento de 30 a 40 veces.

i)Si el examen triquinoscópico revela áreas sospechosas, éstas deberán examinarse con el mayor aumento del triquinoscopio (80 a 100 veces).

j)Si el resultado es incierto, se repetirá el examen en otras muestras y preparaciones hasta que se obtenga la información requerida. El examen triquinoscópico deberá efectuarse durante = 6 minutos. (ojo mirando una vez que estén preparadas ya las muestras)

k)El tiempo mínimo establecido para el examen no incluye el tiempo necesario para la toma de muestras y para realizar las preparaciones.

l)Por norma general, el examinador por triquinoscopia no debe inspeccionar > 840 trozos/día, que corresponden al análisis de 15 cerdos domésticos o 10 jabalíes.

El método de método de detección de REFERENCIA será el MÉTODO DE DIGESTIÓN DE MUESTRAS COLECTIVAS CON UTILIZACIÓN DE UN AGITADOR MAGNÉTICO.

Para la toma de muestras se procederá del siguiente modo:

a) Cuando se trate de canales enteras de:

cerdos domésticos: deberá tomarse 1 muestra de un peso = 1 g en uno de los pilares del diafragma, en la zona de transición entre la parte muscular y la parte tendinosa. podrá utilizarse un fórceps especial de triquinas si puede garantizarse una precisión de entre 1,00 y 1,15 g.

cerdas de cría y los verracos: deberá tomarse una muestra mayor de un peso = 2 g en uno de los pilares del diafragma, en la zona de transición entre la parte muscular y la parte tendinosa.

cuando no se disponga del pilar del diafragma: deberá tomarse una muestra de doble tamaño, 2 g (o 4 g en el caso de las cerdas de cría y los verracos), de la parte del diafragma situada cerca de las costillas o del esternón, o de los maseteros, la lengua o los músculos abdominales.

b) Para los trozos de carne, se tomará una muestra de un peso = 5 g de músculo estriado, que contenga poca grasa y, en la medida que sea posible, esté situado cerca de los huesos o de los tendones. se tomará una muestra del mismo tamaño de la carne que no esté destinada a ser muy cocida o a otros tipos de tratamiento posterior al sacrificio.

c) En el caso de las muestras congeladas, se tomará para analizar una muestra de un peso = 5 g de músculo estriado.

El peso de las muestras de carne se entenderá libre de toda grasa o fascias. deberá ponerse especial cuidado al tomar muestras de músculo de la lengua a fin de evitar contaminación con la capa superficial de la misma, que es indigestible y puede impedir la lectura del sedimento.

El procedimiento específico a seguir será el siguiente, en función del número de muestras obtenidas:

I. GRUPOS COMPLETOS DE MUESTRAS (100 G DE MUESTRAS A LA VEZ)

a)Añadir 16 ± 0,5 ml de ácido clorhídrico a un vaso de precipitados de 3 l que contenga 2 l de agua del grifo, calentada a una temperatura de 46 a 48 C; se coloca un agitador en el vaso, éste se coloca en la cubeta precalentada y se comienza a agitar.

b)Añadir 10 ± 0,2 g de pepsina.

c)Triturar en el mezclador 100 g de muestras obtenidas de acuerdo con el punto 2.

d)Llevar la carne picada al vaso de precipitados de 3 l que contenga el agua, la pepsina y el ácido clorhídrico.

e)Introducir varias veces el dispositivo de triturado del mezclador en el líquido de digestión del vaso de precipitados y enjuagar la taza del mezclador con una pequeña cantidad de líquido de digestión para quitar la carne que aún esté adherida.

f)Cubrir el vaso de precipitados con una hoja de aluminio.

g)Deberá regularse el agitador magnético de tal forma que durante su funcionamiento mantenga una temperatura constante de 44 a 46 C. Durante la agitación, el líquido de digestión deberá girar a una velocidad suficiente para que se forme un remolino profundo sin salpicaduras.

h)Agitar el líquido de digestión hasta que desaparezcan las partículas de carne (durante 30 minutos aproximadamente). Detener el mezclador y verter el líquido de digestión a través del tamiz en el embudo de separación. Pueden ser necesarios períodos más largos de digestión (que no superen los 60 minutos) para determinados tipos de carne (lengua, carne de caza, etc.).

i)Se considera satisfactorio el proceso de digestión si permanece < 5 % del peso de la muestra inicial en el tamiz.

j)Dejar el líquido de digestión en el embudo durante 30 minutos.

k)Después de 30 minutos, traspasar rápidamente una muestra de 40 ml del líquido de digestión a la probeta graduada o al tubo de centrifugación.

l)Mantener los líquidos de digestión y otros residuos líquidos en una bandeja hasta que se haya completado la lectura de los resultados.

m)Dejar reposar la muestra de 40 ml durante 10 minutos. Luego, aspirar con cuidado 30 ml de líquido sobrenadante para retirar las capas superiores y dejar un volumen que no supere 10 ml.

n)La muestra de 10 ml del sedimento restante se verterá en una cubeta para el cómputo de larvas o en una placa de Petri.

o)Enjuagar la probeta graduada o el tubo de centrifugación con = 10 ml de agua del grifo, que se agregará a la muestra en la cubeta de cómputo de larvas o en la placa de Petri. Luego, proceder a la observación en el triquinoscopio o al examen en el estereomicroscopio con un aumento de 15 a 20 veces. Se permite la visualización utilizando otras técnicas cuando se haya comprobado que el examen de las muestras de control positivas da un resultado igual o mejor que los métodos tradicionales de visualización. Siempre que se observen zonas sospechosas o formas similares a parásitos, deberán aplicarse aumentos superiores, de entre 60 y 100 veces.

p)Los líquidos de digestión se examinarán desde el momento en que estén dispuestos. En ningún caso se podrá posponer el examen al día siguiente.

Cuando los líquidos de digestión no se examinen en los 30 minutos siguientes a su preparación, se deberán clarificar de la siguiente manera: Verter la muestra final de unos 40 ml en una probeta graduada y dejar reposar durante 10 minutos. Luego, retirar 30 ml del líquido sobrenadante, dejando un volumen de 10 ml. Dicho volumen se llevará a 40 ml con agua del grifo. Después de un nuevo período de reposo de 10 minutos, aspirar 30 ml del líquido sobrenadante para obtener un volumen máximo de 10 ml que se examinará en una placa de Petri o en una cubeta para cómputo de larvas. Lavar la probeta graduada con 10 ml como máximo de agua del grifo y agregar el líquido obtenido a la muestra en la placa de Petri o en la cubeta para el cómputo de larvas, para su examen. Si el examen revela que el sedimento no es transparente, verter la muestra en una probeta graduada, llevar su volumen a 40 ml con agua de grifo y seguir el procedimiento arriba mencionado. Este procedimiento podrá repetirse de 2 a 4 veces hasta que el líquido sea lo suficientemente claro para una lectura fiable.

II. GRUPOS DE MENOS DE 100 G

Cuando sea necesario, una cantidad que = 15 g podrá añadirse a un grupo completo de 100 g y examinarse conjuntamente con arreglo al punto 3, sección I.

Las cantidades > 15 g se deberán examinar como grupos completos.

En el caso de grupos de = 50 g, los líquidos de digestión y los ingredientes podrán reducirse a 1 l de agua, 8 ml de ácido clorhídrico y 5 g de pepsina.

Cuando el examen de una muestra colectiva dé un resultado positivo o incierto, se tomará 1 nueva muestra de 20 g de cada cerdo. Las muestras de 20 g procedentes de 5 cerdos se reunirán y examinarán utilizando el método arriba descrito, de esta forma se examinarán muestras de 20 grupos de 5 cerdos.

Si se detectan triquinas en un grupo de muestras de 5 cerdos, se tomarán nuevas muestras de 20 g de cada animal del grupo y se examinarán por separado utilizando el método arriba descrito.

Las muestras con parásitos se mantendrán en alcohol etílico al 90 % para su conservación y la identificación de su especie en el LABORATORIO NACIONAL O COMUNITARIO DE REFERENCIA. Una vez recogidos los parásitos, los líquidos positivos (jugos digestivos, sobrenadante, líquidos de lavado, etc.) se descontaminarán sometiéndolos a una temperatura de = 60 C.

Otros métodos de detección de triquinas EQUIVALENTES al de referencia son:

a. MÉTODO DE DIGESTIÓN DE MUESTRAS COLECTIVAS CON ASISTENCIA MECÁNICA/TÉCNICA DE SEDIMENTACIÓN

b. MÉTODO DE DIGESTIÓN DE MUESTRAS COLECTIVAS CON ASISTENCIA MECÁNICA/TÉCNICA DE AISLAMIENTO POR FILTRACIÓN

c. MÉTODO DE DIGESTIÓN AUTOMÁTICA PARA MUESTRAS COLECTIVAS DE HASTA 35 G

Por último decir que para el RESTO DE ESPECIES DISTINTAS DEL CERDO DOMÉSTICO se deben de tener en cuenta las siguientes salvedades:

Las carnes de caballo, de caza silvestre y otras carnes que puedan contener triquinas deberán examinarse conforme al método de detección de referencia o a métodos equivalentes, con las siguientes MODIFICACIONES:

a)Se tomarán muestras con un peso = 10 g de los músculos de la lengua o de los maseteros de los caballos y de la pata delantera, la lengua o el diafragma de los jabalíes;

b)Cuando se trate de caballos, si no se dispone de estos músculos se tomará una muestra mayor de un pilar del diafragma en la zona de transición hacia la parte tendinosa. Los músculos estarán exentos de tejido conjuntivo y de grasa;

c)Una muestra de un peso = 5 g se digerirá conforme al método de detección de referencia o un método equivalente. Para cada digestión, el peso total de músculo que se examine será = 100 g para el método de referencia y los métodos de digestión de muestras colectivas con asistencia mecánica/técnica de sedimentación el método de digestión de muestras colectivas con asistencia mecánica/técnica de aislamiento por filtración, y de = 35 g, para el método de digestión automática para muestras colectivas de hasta 35 g

d)En caso de resultado positivo se tomará otra muestra de 50 g para un posterior análisis independiente;

e)Sin perjuicio de las normas de protección de las especies animales, deberá analizarse toda la carne de animales de caza que no sean jabalíes, como los osos, mamíferos carnívoros (incluidos los mamíferos marinos) y reptiles, tomando una muestra de 10 g de músculo de los sitios preferidos o cantidades mayores si no se dispone de estos sitios. Los sitios preferidos son:

• En el oso: el diafragma, el músculo masetero y la lengua,

• En la morsa: la lengua

• En el cocodrilo: los músculos maseteros, pterigoideos e intercostales,

• En las aves: los músculos de la cabeza (por ejemplo, músculos maseteros y del cuello);

f)El tiempo de digestión deberá ser el suficiente para garantizar una digestión adecuada de los tejidos de estos animales, pero no deberá exceder de 60 minutos.

B. DIAGNOSTICO EN HUMANA

Se basa en detectar la presencia de larvas de Trichinella spiralis en biopsia de músculos, o en la serología positiva (seroconversión o aumento cuádruple o más de título de anticuerpos en dos muestras del paciente en fase aguda y convaleciente) a T. spiralis por inmunofluorescencia. Los tests cutáneos no son fiables.

Para el diagnóstico clínico de la triquinosis es muy importante el antecedente de ingestión de carne de cerdo o de otros carnívoros relacionada con la sintomatología digestiva, o las alteraciones dolorosas que se exacerban con el movimiento de las regiones o músculos afectados. Los métodos de laboratorio para el diagnóstico de la triquinosis en humana pueden ser directos e indirectos.

Es importante tener en cuenta que mientras el parásito permanezca en el intestino, no existen pruebas capaces de confirmar el diagnóstico. Además debemos de tener en cuenta que el parásito rara vez se encuentra en las heces, la sangre o el líquido que rodea el cerebro o la médula espinal.

La biopsia de tejido muscular (en la cual se toma una muestra de tejido para examinarla al microscopio), debe de realizarse después de la cuarta semana de infección, para tratar de revelar la presencia de larvas o quistes.

Los análisis de sangre son bastante fiables, a pesar de que pueden arrojar resultados falsos negativos (resultados que indican que no existe infección cuando en realidad sí la hay), particularmente si las pruebas se realizan dentro de las 2 primeras semanas del comienzo de la enfermedad. Los valores de eosinófilos suelen comenzar a subir alrededor de la segunda semana, alcanzan su punto máximo entre la tercera y cuarta semana y luego declinan gradualmente.

Métodos directos o parasitoscópicos: Se emplea la biopsia, que deberá ser tomada de los músculos en que el paciente presenta mayor dolor; se recomienda que el fragmento sea de aproximadamente 10 g para poder dividirlo en cuatro porciones, con las que se realiza:

1. Compresión (triquinoscopía) entre dos portaobjetos, que se unen fuertemente con cinta adhesiva transparente para observar adecuadamente al microscopio. Si es positivo, se ven los quistes con larvas en su interior o éstos pueden estar calcificados si corresponden a la fase clínica de estado mayor de 24 meses.

2. Digestión artificial. Que se realiza colocando un fragmento en un tubo de ensaye que contiene pepsina al 0.5% y ácido clorhídrico al 0.7% en agua destilada a 37°C. Una vez digerido el músculo, se toma con pipeta Pasteur una muestra del fondo, que se coloca en portaobjetos con su cubreobjetos correspondiente y se lleva al microscopio. Si es positivo, se observan larvas moviéndose activamente.

3. Xenodiagnóstico. El fragmento de biopsia se da a comer a una rata joven de laboratorio y al cabo de 3 a 4 semanas se examina mediante biopsia para detectar larvas en sus músculos.

4. Histopatología. Se realiza con el último fragmento y los cortes se tiñen con hematoxilina-eosina.

5. La búsqueda de adultos en coproparasitoscópicos generalmente es poco práctica.

Métodos indirectos o inmunológicos:

1. Intradermorreacción de Bachean. Es de gran utilidad. Se vuelve positiva a partir de la cuarta semana de infección, permaneciendo así durante varios años, por lo que no permite diferenciar casos recientes de casos antiguos. Hay que correlacionar los resultados con los aspectos clínicos del paciente y con otra prueba.

2. Reacción de floculación con bentonita. Es altamente específica; pero la producción del antígeno es laboriosa, por lo que prácticamente ya no se utiliza.

3. Método ELISA. Es altamente sensible, detecta anticuerpos específicos a partir de la segunda semana de infección.

4. Hemaglutinación indirecta. Se emplea con frecuencia y es cuantitativa.

5. Inmunoelectroforesis. Es diagnóstica cuando se presenta el arco 5, siempre y cuando no hay infección con otras cestodiasis.

6. También pueden emplearse la inmunofluorescencia indirecta y la inmunodifusión.

Entre los datos generales de laboratorio es importante la presencia de eosinofilia, que habitualmente es por arriba del 10%.

VALOR PREDICTIVO

Ante la posibilidad de que un paciente esté o no enfermo (lo que simbolizaremos por E y no-E, respectivamente), se le somete a una prueba diagnóstica cuyo resultado puede ser positivo o negativo (P o no-P, respectivamente); si la prueba resulta positiva (P), el diagnóstico de que el paciente está enfermo (E) será correcto con una probabilidad alta, lo mismo sucederá si ante una prueba negativa (no-P) resulta un paciente realmente sano (no-E). En cambio, esperamos que las probabilidades de error (paciente enfermo ante una prueba negativa o sano ante prueba positiva) sean pequeñas.

La sensibilidad y la especificidad son dos valores de probabilidad que cuantifican la fiabilidad diagnóstica de una prueba; para establecer estas cantidades, se toma una muestra suficientemente grande de candidatos a padecer la enfermedad y a todos ellos se les aplica la prueba diagnóstica, construyendo la siguiente tabla:

no-E

no-P

donde:

VP son los verdaderos positivos: número de pacientes enfermos en los que la prueba dió positiva (diagnóstico correcto).

FP son los falsos positivos: número de pacientes sanos en los que la prueba dió positiva (diagnóstico incorrecto).

FN son los falsos negativos: número de pacientes enfermos en los que la prueba dió negativa (diagnóstico incorrecto).

VN son los verdaderos negativos: número de pacientes sanos en los que la prueba dió negativa (diagnóstico correcto).

Llamando n = VP + FP + FN + VN al número de pacientes sometidos a la prueba, los datos muestrales anteriores permiten estimar las siguientes probabilidades:

Pr(P, E) = VP/n Pr(P, no-E) = FP/n

Pr(no-P, E) = FN/n Pr(no-P, no-E) = VN/n

A partir de los datos anteriores se estiman estas otras cantidades de interés:

Sensibilidad o tasa de verdaderos positivos: es la probabilidad de que a un individuo enfermo (E) la prueba le dé resultado positivo (P), lo que formalmente se reduce a calcular la probabilidad condicionada

Pr(P| E) = VP/(VP + FN)

Especificidad o tasa de verdaderos negativos: es la probabilidad de que a un individuo sano (no-E) la prueba le dé resultado negativo (no-P), lo que se reduce a calcular

Pr(no-P| no-E) = VN/(FP + VN)

Prevalencia o tasa de incidencia: es la probabilidad de que un individuo padezca la enfermedad (E) en la población bajo estudio, aquella de la cual se extrajo la muestra. Este valor es

Pr(E) = (VP + FN)/n

Lo que realmente interesa en la práctica es estimar la probabilidad de que el paciente esté sano o enfermo, según que la prueba haya resultado negativa o positiva:

Valor predictivo de una prueba positiva: es la probabilidad de que un individuo padezca la enfermedad cuando la prueba diagnóstica ha sido positiva:

Pr(E| P) = VP/(VP + FP)

Valor predictivo de una prueba negativa: es la probabilidad de que un individuo esté sano cuando la prueba diagnóstica ha sido negativa:

Pr(no-E| no-P) = VN/(FN + VN)

Comentar que los tests serológicos habituales intra vitam, las pruebas intradérmicas y el examen microscópico de biopsias musculares practicados en el hombre son en principio también aplicables al cerdo, si bien carecen de importancia práctica en esta especie, ya que la protección del hombre frente a la infestación puede garantizarse suficientemente con una escrupulosa inspección de carnes y la determinación de la infestación parasitaria en el animal vivo no supone ninguna mejora de las medidas de prevención.

El examen triquinoscópico de preparaciones musculares de la canal (especialmente por el método de la digestión) garantiza con seguridad relativamente alta el descubrimiento de la infestación parasitaria. El descubrimiento de una fase de desarrollo de la Trichinella spiralis ratifica el diagnóstico, en cuyo caso procede el decomiso veterinario de la canal.

Considerando que la prevalencia real de la triquinosis en Andalucía es del 0,00001, vamos a comparar el método tradicional del examen triquinoscopico con el actual, y oficial, de la digestión artificial. Para ello vamos a utilizar el método de Bayes:

A. EXAMEN TRIQUINOSCOPICO

1.PREVALENCIA APARENTE :

¿Cuál es la prevalencia real? (proporción) 0,00001

¿Cúal es la sensibilidad de la prueba? (proporción) 0,92

¿Cúal es la especificidad de la prueba? (proporción) 0,98

LA PREVALENCIA APARENTE ES ES 0,02

(1) Prevalencia real: Probabilidad de estar enfermos antes de realizar la prueba

(2) Prevalencia aparente: Probabilidad de estar enfermos antes de una vez realizada la prueba

2. ESTIMACIÓN DEL VALOR PREDICTIVO DE LA PRUEBA POSITIVA Y NEGATIVA:

¿Cuál es la prevalencia real? (proporción) 0,00001

¿Cúal es la sensibilidad de la prueba? (proporción) 0,92

¿Cúal es la especificidad de la prueba? (proporción) 0,98

EL VALOR PREDICTIVO POSITIVO ES 0,0005

EL VALOR PREDICTIVO NEGATIVO ES 1,0000

B. DIGESTION ARTIFICIAL

1.PREVALENCIA APARENTE :

¿Cuál es la prevalencia real? (proporción) 0,00001

¿Cúal es la sensibilidad de la prueba? (proporción) 0,99

¿Cúal es la especificidad de la prueba? (proporción) 1,00

LA PREVALENCIA APARENTE ES ES 0,0

(1) Prevalencia real: Probabilidad de estar enfermos antes de realizar la prueba

(2) Prevalencia aparente: Probabilidad de estar enfermos antes de una vez realizada la prueba

2. ESTIMACIÓN DEL VALOR PREDICTIVO DE LA PRUEBA POSITIVA Y NEGATIVA:

¿Cuál es la prevalencia real? (proporción) 0,00001

¿Cúal es la sensibilidad de la prueba? (proporción) 0,99

¿Cúal es la especificidad de la prueba? (proporción) 1,00

EL VALOR PREDICTIVO POSITIVO ES 1,0000

EL VALOR PREDICTIVO NEGATIVO ES 1,0000

ESTIMACIÓN DE PARÁMETROS DE LAS PRUEBAS EN SERIE Y EN PARALELO:

Prueba 1: examen triquinoscopico

Prueba 2: digestión artificial

¿Cuál es la prevalencia de la enfermedad? (proporción) 0,00001

¿Cúal es la sensibilidad de la prueba 1? (proporción) 0,6500

¿Cúal es la especificidad de la prueba 1? (proporción) 1,0000

¿Cúal es la sensibilidad de la prueba 2? (proporción) 0,9000

¿Cúal es la especificidad de la prueba 2? (proporción) 1,0000

SENSIBILIDAD. PRUEBA EN SERIE (1)

Valores válidos entre 0 y 1.